Respuestas a las
preguntas cortas
Tema 1: Aminoácidos, péptidos y proteínas
Tema 2: Enzimología
Tema 3: Cinética enzimática y regulación
Tema 4: Bioenergética
Tema 5: Cadena respiratoria
Temas 7-9: Metabolismo de glúcidos
Temas 10-12: Metabolismo de
lípidos
Temas 13-15: Metabolismo
proteico y nitrogenado
Temas 15-18: Ácidos
nucleicos y síntesis de proteínas
Tema
1: aminoácidos, péptidos y proteínas
1.01-
a) Acido
ortofosfórico: H3PO4
b) Ecuación de Henderson-Hasselbach:
pH = pKa + log[sal]/[ácido]
En este caso, el pKa relevante es 7.2. Así pues:
pH = 7.2 + log 1 = 7.2
1.02- Escribe las ecuaciones de la
disociación iónica de la alanina, el glutamato, la histidina, la lisina y la
fenilalanina.
1.03- La proximidad del grupo -COO-
provoca una aumento del pK del grupo -NH3+, ya que la
carga negativa ayuda a retener el protón.
1.04-
1.05- Es un enlace coplanar y rígido, con características de enlace sencillo y
enlace doble.
1.06- La secuencia ordenada en que se
hallan dispuestos sus aminoácidos constituyentes.
1.07- La pérdida de los niveles
superiores de estructura (secundaria, terciaria y cuaternaria) así como de la
función biológica, pero no de la estructura primaria (aunque sí se pierden los
puentes disulfuro).
1.08- Aquéllos que tengan cadenas
laterales cargadas al pH al cual se esté determinando la carga de la proteína.
A pH fisiológico, son el glutamato, el aspartato, la lisina, la arginina y la
histidina.
1.09- Primaria:
secuencia de aminoácidos.
Secundaria: plegamiento en estructuras geométricamente repetitivas.
Terciaria: disposición espacial de la estructura secundaria.
Cuaternaria: disposición espacial de las subunidades en proteínas oligoméricas.
1.10- Las principales son la hélice alfa
y la lámina beta. Permiten estabilizar la estructura de la proteína mediante la
formación de puentes de hidrógeno y facilitar el plegamiento terciario ordenado
para ocultar los grupos hidrofóbicos al medio acuoso.
1.11- Aspartato: El carboxilo
ionizable puede participar en enlaces iónicos y de hidrógeno. Las interacciones
hidrofóbicas y de van der Waals son mínimas.
Leucina: No participa en enlaces iónicos o de hidrógeno, pero sí en las
interacciones de van der Waals e hidrofóbicas.
Tirosina: El hidroxilo fenólico tiene un pK muy alto, por lo que normalmente no
participa en interacciones iónicas, pero sí puede participar en los puentes de
hidrógeno. El anillo fenólico puede establecer interacciones hidrofóbicas y,
por su gran tamaño, interacciones de van der Waals.
Histidina: El grupo imidazol es un buen dador y aceptor de enlaces de hidrógeno
y, si está protonado, puede participar en enlaces iónicos. Puede participar en
interacciones de van der Waals, pero no tanto en las hidrofóbicas.
1.12- Dado que es un iminoácido, la
prolina tiene un nitrógeno secundario, con sólo un protón. Cuando forma un
enlace peptídico, este nitrógeno pierde su protón y no puede establecer el
puente de hidrógeno necesario en la hélice alfa, además de poseer un ángulo
fijo y alejado de los valores de la hélice alfa. Pero, por otra parte, la
prolina ayuda a estabilizar la configuración cis del enlace peptídico,
necesario para la estructura de la lámina beta.
1.13- La proteína parece ser un tetrámero
de cuatro subunidades de 60 kD. Cada una de las subunidades es, a su vez, un
heterodímero formado por una subunidad de 34 kD y otra de 26 kD, unidas, al
menos, por un puente disulfuro.
2.01- elevado
poder catalítico.
- gran especificidad de acción.
- funcionan en condiciones próximas a las fisiológicas.
- sintetizadas por el organismo.
- actúan a concentraciones bajas.
- casi todas son proteínas globulares.
- salvo excepciones, activan a sus substratos para que se conviertan en
productos.
2.02- Clase 1:
oxidorreductasas, intervienen en reacciones de transferencia de electrones.
Clase 2: transferasas, intervienen en reacciones de transferencia de
grupos funcionales de una molécula dadora a otra aceptora.
Clase 3: hidrolasas, intervienen en reacciones de rotura hidrolítica de enlaces
químicos.
Clase 4: liasas, intervienen en reacciones de rotura de enlaces, sin
oxidación, hidrólisis o aporte de energía.
Clase 5: isomerasas, intervienen en reacciones de cambios de estructura dentro
de una molécula.
Clase 6: ligasas, intervienen en reacciones de condensación de dos moléculas
con hidrólisis de ATP, GTP, etc.
2.03- Se denomina centro
activo de la enzima el lugar donde tiene lugar la catálisis. Generalmente
está formado por el centro de unión al substrato y el centro catalítico.
2.04- Como proteínas que
son pueden verse afectadas por el pH, la temperatura y la fuerza iónica, pero
además también por la concentración de enzima, la de substrato y la presencia
de cofactores.
2.05- La proximidad y
orientación del substrato con el centro activo. El acoplamiento inducido,
las tensiones y distorsiones que puedan sufrir el substrato y la enzima.
Creación de microambientes en el centro activo.
2.06- Contribuir al
correcto alineamiento del substrato con el centro activo de la enzima. Ofrecer
un sitio adicional de enlace. Participar directamente en el mecanismo químico
de la catálisis.
2.07- No son proteicos.
Normalmente son moléculas orgánicas de pM bajo. Generalmente termoestables.
Aparece en la estequiometría de la reacción. No son responsables de la
especificidad enzimática (se pueden unir a distintas apoenzimas). Tienen
estructuras muy diferentes a los substratos. Son sistemas orgánicos con alta
movilidad electrónica.
2.08- Se llaman así los coenzimas que intervienen en la transferencia de
electrones. Entre ellos están los coenzimas piridínicos (NAD+/NADP+) y los
coenzimas flavínicos (FMN/FAD/FDN).
Tema 3: Cinética enzimática y regulación
3.01-
3.02-
3.03-
|
1/[S] |
(1) 1/v |
(2) 1/v |
(3) 1/v |
|
1 |
0.083 |
0.233 |
0.182 |
|
0.5 |
0.05 |
0.125 |
0.111 |
|
0.25 |
0.034 |
0.071 |
0.077 |
|
0.125 |
0.029 |
0.048 |
0.063 |
|
0.083 |
0.025 |
0.038 |
0.056 |
a) Calculando las rectas de regresión lineal:
(1) Vmax = 51.0 umol/s; KM = 3.2 mM
(2) Vmax
ap = 50.6 umol/s; KM ap = 10.8 mM
b) INHIBICIÓN COMPETITIVA --- Ki = 2.1 mM
(3) Vmax ap = 22.6 umol/s; KM ap = 3.1 mM
INHIBICIÓN NO COMPETITIVA --- Ki = 4.0 mM
3.04- Por modificaciones covalentes
(p.ej., fosforilación/desfosforilación) y por modificaciones no covalentes de
tipo alostérico.
3.05- Para una enzima no alostérica, la
relación v/S da una representación hiperbólica (de tipo
"michaeliano"), mientras que para una enzima alostérica, la relación
es sigmoidal, debido a la presencia de efectos homotrópicos (cooperatividad
positiva del sustrato).
3.06- Fundamentalmente, son dos: 1.- los
efectos homotrópicos hacen que la enzima sea más sensible a pequeñas alteraciones
en la concentración de sustrato; y 2.- los efectos heterotrópicos permiten que
la actividad dla enzima sea modificada por moléculas que no participan
directamente en la reacción catalizada (efectores alostéricos).
3.07- 1.- Regulación
de la velocidad de síntesis dla enzima: regulación de la transcripción (por
ejemplo, mediante factores de transcripción inducibles), de las modificaciones
post-transcripcionales, de la traducción o de las modificaciones
post-traduccionales (como en el caso de los zimógenos).
2.- Regulación
de la velocidad de degradación dla enzima.
3.- Regulación
de la actividad por modificaciones covalentes (por ejemplo, por
fosforilación/desfosforilación).
4.- Regulación
de la actividad por modificaciones no covalentes (como en las enzimas
alostéricos).
5.- Regulación
por compartimentación (ya sea de sustratos, de coenzimas o de los propios
enzimas).
6.- Regulación
mediante mecanismos específicos (como la existencia de isoenzimas, la formación
de complejos multienzimáticos o la existencia de proteínas moduladoras).
3.08- Más rápido: modificación
covalente; más lento: síntesis de nuevo enzima.
Modificación
covalente: situaciones de respuesta muy rápida. Por ejemplo, movilización
del glucógeno muscular en respuesta al ejercicio.
Modificación
alostérica: cambios rápidos en la situación metabólica de una célula. Por
ejemplo, transición de un estado glucolítico a otro gluconeogénico en una
célula hepática.
Control de
la concentración de enzima: adaptación lenta a situaciones previsiblemente
prolongadas. Por ejemplo, adaptaciones metabólicas a lo largo del desarrollo
fetal.
3.09- La compartimentación de vías
metabólicas permite recluir sustratos, enzimas y cofactores en orgánulos específicos,
en los que las condiciones fisicoquímicas pueden diferir de las de otras partes
de la célula (p.ej., el pH de los lisosomas es mucho más ácido que el del resto
de la célula). También permite regular independientemente las concentraciones
de unos y otros en compartimentos diferentes (p.ej., el NADH citosólico va a
depender, sobre todo, de la actividad glucolítica de la célula, mientras que el
mitocondrial dependerá, fundamentalmente, de la -oxidación y del ciclo de los
ácidos tricarboxílicos) y seleccionar el destino de una molécula según el
compartimento en que se encuentre (p.ej., el acetilCoA en la mitocondria suele
dirigirse al ciclo de los ácidos tricarboxílicos y, en el citosol, hacia la
lipogénesis).
3.10- El transporte de compuestos o iones
a través de una membrana en la misma dirección y creando un gradiente de carga
3.11- El transporte de compuestos o iones
a través de una membrana en direcciones contrarias pero transportando la misma
cantidad de carga.
3.12- Es simporte, ya que transporta Na+
y K+ en la misma dirección, y electrogénico ya que crea una diferencia de
carga.
3.13- Es simporte (transporta glucosa y
Na+) pero es activo secundario ya que la energia la aporta el gradiente de Na+
creado por un transporte activo primario
3.14- NO, ya que la energía puede
aportarla el flujo de electrones en una cadena de transporte de electrones o
también la luz solar.
3.15- Sí
3.16- Sí
4.01- [fructosa]eq
= [Pi]eq = 0.2 - 6.52·10-5 = 0.1999 M
K'eq = [fructosa]eq·[Pi]eq/[fructosa-1-P]eq
= 0.1999·0.1999/6.52·10-5 = 613 M
DGO' =
-RTlnK'eq = - 8.28·10-3·298·ln613 = 15.8 kJ/mol
4.02- DG' = DGO'
+ RTln[Prod]/[React] = -42.3 + 8.28·10-3·298·ln(2·10-3)·(2·10-3)/3·10-3
DG' = -58.6
kJ/mol
4.03- DG' = DGO'
+ RTln[P]/[R]
DG' = -30.5 + 8.28·10-3·298·ln(1·1·10-7.5/1) = 12.1 kJ/mol
4.04- a) RAMeq(A--->C)
= RAMeq(A--->B)·RAMeq(B--->C) = 0.01·1000 = 10
b) DG' = DGO' + RTln[P]/[R]; DGO'
= -RTlnK'eq
(A--->B) 0 = DGO' + 8.28·10-3·310·ln0.01;
DGO'
= 11.8 kJ/mol; K'eq = 8.4·10-3
(B--->C) 0 = DGO'
+ 8.28·10-3·310·ln1000; DGO'
= -17.7 kJ/mol; K'eq = 1304
(A--->C) 0 = DGO' + 8.28·10-3·310·ln10; DGO' = -5.9 kJ/mol; K'eq =
10.9
4.05- DGO' = -30.5 kJ/mol
DG' = DGO' + RTln[P]/[R]
= -30.5 + 8.28·10-3·310·ln(1.3·10-3)·(4.8·10-3)/(3.4·10-3)
DG' = -46.7 kJ/mol
4.06- La hexoquinasa cataliza la
fosforilación de la glucosa a partir del ATP, dando glucosa-6-P y ADP. Sabiendo
que los valores de DGO' de la hidrólisis del ATP y de la glucosa-6-P son,
respectivamente, -30.5 y -13.9 kJ/mol, calcular el valor de DGO' y la constante de equilibrio de la
reacción catalizada por la hexoquinasa.
DGO'(HQ) = -30.5 + 13.9 =
-16.6 kJ/mol
Keq' = 835
4.07- Vías catabólicas: degradación de
moléculas relativamente complejas a otras progresivamente más sencillas, a
menudo, mediante procesos de oxidación de las moléculas de partida. Van
acompañadas de obtención de energía químicamente útil para la célula
(normalmente, ATP).
Vías anabólicas: síntesis de moléculas progresivamente más complejas a partir
de otras estructuralmente más sencillas. Requieren aporte energético, que suele
ser en forma de ATP.
4.08- La organización del metabolismo en
rutas de reacciones secuenciales tiene, fundamentalmente, tres grandes
ventajas:
1.- mejor aprovechamiento de la energía, al no desprenderse o requerirse toda
simultáneamente, sino en lugares y momentos diferentes;
2.- existencia de intermediarios metabólicos que permiten la interacción entre
procesos
diferentes;
y 3.- mayores oportunidades de regulación del metabolismo.
4.09- Las vías de síntesis y degradación
no pueden ser la simple reversión una de la otra por razones termodinámicas: si
uno de los procesos es termodinámicamente favorable (DG' negativo),
forzosamente el otro será desfavorable (DG' positivo), por lo que este segundo
debe ser algo diferente del primero. Normalmente, la vía más compleja es la de
biosíntesis ya que requiere un aporte de energía y debe estar muy bien
regulada.
4.10-ATP: molécula de intercambio de
energía. Recibe la energía desprendida en los procesos exergónicos (DG'
negativo) y la cede a los procesos endergónicos (DG' positivo).
NAD+:
coenzima rédox, recibe los electrones desprendidos en las reacciones de
oxidación de los combustibles biológicos y los suele ceder a la cadena
mitocondrial de transporte de electrones, de donde llegarán al O2,
proceso éste acoplado a la síntesis de ATP.
NADPH:
coenzima rédox, típicamente citosólico (y de los cloroplastos), con un papel
semejante al del NADH, pero cuyos electrones suelen ser cedidos directamente a
alguna reacción de biosíntesis (por ejemplo, la lipogénesis en el citosol o el
ciclo de Calvin en los cloroplastos).
4.11- PF = [ATP]/[ADP]·[Pi]
(M-1)= 10/1·10-3 = 100 M-1
DG' = DGO'
+ RTln[P]/[R] = -30.5 + 8.28·10-3·310·ln(1·10-3)/10
= -54.1 kJ/mol
4.12- PEP + ADP ---> piruvato + ATP
con un valor de DGO' de -31.7 kJ/mol.
a) DGO' = -RTlnK'eq; K'eq =
379771
b) DG' = DGO' + RTln[P]/[R]
0 = -31.7 + 8.28·10-3·298·ln[pyr]/[PEP]; [ATP]=[ADP]=1M
(cond.estándar)
[pyr]/[PEP] en equilibrio = 285958 [pyr]/[PEP] > 285958
c) DGO' = -RTlnKeq; K'eq
= 0.723
d)
DG' = DGO'
+ RTln[P]/[R]
0 =
0.8 + 8.28·10-3·310·ln [PEP][ADP][GDP][Pi]/[pyr][ATP][GTP]
[PEP]/[pyr]
= 732
e) Obviamente, no.
En condiciones fisiológicas, el deltaG del ciclo es próximo a 0, por lo que se
halla prácticamente en equilibrio. Este equilibrio se desplazará en un sentido
u otro al variar las condiciones de la célula. Por ejemplo, un aumento en la
concentración celular de glucosa-6-P provocará un aumento en la de PEP, con lo
que el ciclo PEP/pyr se desplazará en sentido glucolítico. Por contra, un
aumento en la concentración de precursores gluconeogénicos (como el lactato o
la alanina) causará un aumento en la concentración de piruvato, lo que
desplazará el equilibrio en sentido gluconeogénico.
4.13- CE = [ATP]+½[ADP]/[ATP]+[ADP]+[AMP]
= 0.945
PF = [ATP]/[ADP]·[Pi] = 1111.1 M-1
4.14- 10000 kJ · 50% eficiencia = 5000 kJ
disponibles para ATP
5000 kJ / 55 kJ/mol = 90.9 moles de ATP
90.9 mol · 551 g/mol = 50.1 kg de ATP
4.15- Porque DGO' no tiene por qué coincidir con DG'real.
DGO' se
define en condiciones estándar corregidas (25C, 1atm, pH=7.0, 1M de todos los
componentes) y, en la célula viva, aún suponiendo una presión de 1atm, la
temperatura no suele ser de 25ºC y las concentraciones no son nunca de 1M, por
lo que el valor de DG'real puede ser muy diferente del de DGO'.
4.16- Los enlaces de fosfodiéster del Pi
y del P en el ATP y el ADP tienen una elevada energía libre de hidrólisis
porque dos de los productos formados (el ortofosfato y el ADP o el AMP,
respectivamente) están cargados negativamente, lo que dificulta la reacción
inversa y, por tanto, desplaza el equilibrio en el sentido de hidrólisis (DGO' muy negativo). Sin embargo, en la
hidrólisis del AMP a adenosina y ortofosfato, la adenosina producida no tiene
carga eléctrica, por lo que los productos no se repelen y la reacción inversa
no está tan desfavorecida (DGO' no tan negativo).
4.17- a) Fundamentalmente, se
trata de las interacciones electrostáticas (de atracción o repulsión), los
puentes de hidrógeno, las fuerzas de van der Waals y las interacciones
hidrofóbicas.
b)
Su importancia radica en el hecho de que, en la estructura de macromoléculas o
entre macromoléculas y sus ligandos, la energía de todos estos enlaces débiles
es sumatoria, por lo que acaban contribuyendo de forma notoria a la
estabilización global de la molécula o de la interacción entre moléculas.
c) Los catalizadores sólo se
necesitan en aquellos procesos que, en ausencia de un catalizador, no pueden
transcurrir a una velocidad compatible con el sostenimiento de la vida. Este
tipo de enlaces débiles se forman de forma espontánea y a gran velocidad en
cuanto los grupos participantes se encuentran a la distancia adecuada, por lo
que no necesitan un catalizador.
4.18- Hay que recordar que la
Termodinámica únicamente nos indica la dirección en que transcurrirá un proceso
(es decir, cuál es el sentido favorecido), pero no nos dice a qué velocidad tendrá
lugar, ni siquiera si el proceso es posible. Es posible que un proceso termodinámicamente
muy favorecido (como la oxidación de la glucosa) se enfrente a una barrera
cinética (una elevada energía libre de activación), por lo que la velocidad
real del proceso puede ser extraordinariamente lenta.
5.01-
FAD+2H++2e- ----> FADH2 ;
EO ' =
-0.219V
½O2+2H++2e- ----> H2O ; EO ' = +0.816V
FADH2 ----> FAD+2H++2e- ; EO ' = +0.219V (Hay que invertir esta
reacción)
así:
½O2+FADH2 ----> H2O+FAD ; D EO ' = 1.035V
DGO' =
-nFD EO '= -2·96.49·1.035= -199.7 kJ/mol (F=cte Faraday=96.49
kJ/mol·V)
5.02- Son los dos elementos móviles de la
cadena de transporte de electrones, encargados de transportar los electrones de
los complejos I y II hasta el complejo III (la ubiquinona) y del complejo III
al IV (el citocromo c). Eso lo consiguen gracias a su naturaleza total
(ubiquinona) o parcialmente hidrofóbica (citocromo c), lo que les permite
desplazarse por el interior (ubiquinona) o por la superficie (citocromo c) de
la membrana mitocondrial interna.
5.03- La de enviarlos hacia el aceptor
final, el oxígeno. La energía liberada en este proceso es utilizada para la
translocación de protones en contra de gradiente desde la matriz mitocondrial
hacia el espacio intermembrana. Posteriormente, estos protones serán utilizados
en la síntesis de ATP.
5.04- Al comparar dos pares rédox, aquél
con menor potencial rédox será el dador de electrones y el de potencial rédox
mayor, el aceptor. En este caso, 0.219«0.254, por lo que el FADH2
será el dador y el citocromo c, el aceptor.
FAD + 2H+ + 2 e- ----> FADH2
EO ' =
-0.219V
citocromo c (Fe3+) + e- ----> citocromo c (Fe2+) EO '=+0.254V
FADH2 ----> FAD + 2H+ + 2
e-
EO
'=+0.219V (invertir)
FADH2 + 2 citocromo c (Fe3+) ----> FAD + 2H+
+ 2 citocromo c (Fe2+)
D EO '=+0.473V;
DGO' =
-nFD EO '= -2·96.49·0.473= -91.3 kJ/mol
5.05- 1,3-bisP-glicerato + 2H+
+ 2e- ----> gliceraldehido-3-P +
Pi EO '=-0.290 V
NAD+ + 2H+ + 2e- ----> NADH + H+ EO '=-0.320 V
gliceraldehído-3-P + Pi ----> 1,3-bisP-glicerato +
2H+ + 2e- EO '=+0.290 V
así:
gliceraldehido-3-P + Pi + NAD+ ----> 1,3-bisP-glicerato + NADH +
H+
D EO ' = -0.030 V; DGO' = -nFD EO '= -2·96.49·(-0.03) = +5.8 kJ/mol
5.06- Desde luego, adelgazar, adelgazará,
pero quizá demasiado. El razonamiento de ese bioquímico de dudosa reputación es
inapelable: Sí, tiene razón, los desacopladores disipan el gradiente de
protones, por lo que la energía metabólica, en vez de acumularse en el
organismo en forma de ATP (o de otras reservas, como los triacilgliceroles de
los "michelines"), se disipará en forma de calor. El problema es que
estos agentes son inespecíficos y provocarán el mismo efecto en todos los
tejidos, de modo que los músculos no funcionarán, el diafragma no podrá bombear
los pulmones, el corazón no podrá latir y el cerebro no podrá funcionar, lo que
llevará a un adelgazamiento extremo ("cadavérico", diría yo) del
individuo. Lo siento mucho, pero hoy por hoy la única receta para adelgazar es
la de ingerir menos calorías de las que se gastan.
5.07- Lo que distingue a esta reacción es
su menor rendimiento energético en la cadena de transporte de electrones y la
fosforilación oxidativa, ya que por cada NADH se pueden obtener unos 2.5-3 ATP,
mientras que por cada FADH2 sólo se obtienen 1.5-2 ATP. Sin embargo,
el NAD+ o el FAD libre tienen unos potenciales rédox demasiado
negativos y la reacción de la succinato deshidrogenasa no libera suficiente energía
para provocar su reducción, así que nos hemos de conformar con la reducción del
FAD unido, aunque rinda menos ATP.
5.08- Posibilidad 1
E' = D EO ' + (RT/nF)ln[ox]/[red]
E'NAD+ = -0.32 + (8.28·10-3·310/2·96.49)ln20 = 0.28V
E'NADP+ = -0.32 + (8.28·10-3·310/2·96.49)ln0.1 = -0.35V
DG' = -nFDE'= -2·96.49·(-0.28 - (-0.35) = -13.5 kJ/mol
DG'/DG'ATP = 13.5/50 = 0.27 equivalentes (considerando un DGATP
de 50kJ/mol= 12 kcal/mol, en cond. reales, ya que dice "in vivo" x
4.184 kJ/mol)
Posibilidad 2
EO'NAD+ = EO 'NADP+ ---> D EO ' = 0 ----> DG' = 0
DG' = DGO' + RTln[P]/[R] = 0 + 8.28·10-3·310·ln0.1/20
= -13.5 kJ/mol
DG'/DG'ATP = 13.5/50 = 0.27 equivalentes
6.01- Lo que
distingue a esta reacción es su menor rendimiento energético en la cadena de
transporte de electrones y la fosforilación oxidativa, ya que por cada NADH se
pueden obtener unos 2.5-3 ATP, mientras que por cada FADH2 sólo se
obtienen 1.5-2 ATP. Sin embargo, el NAD+ o el FAD libre tienen unos
potenciales rédox demasiado negativos y la reacción de la succinato
deshidrogenasa no libera suficiente energía para provocar su reducción, así que
nos hemos de conformar con la reducción del FAD unido, aunque rinda menos ATP.
6.02- La
beta-oxidación de los ácidos grasos.
6.03- Mediante
reacciones anapleróticas, reacciones entre cuyos productos aparece algún
intermediario del ciclo (como oxalacetato, -cetoglutarato, succinilCoA,
fumarato o malato, principalmente).
6.04- Pirofosfato de tiamina: descarboxilación del piruvato y
soporte para el resto hidroxietilo.
Lipoato: transferencia del
hidroxietilo al coenzima A en forma de acetilo y de los electrones restantes
hacia el NAD+.
Coenzima A: portador de un grupo
acetilo activado (porque el acetilo se une al CoA mediante un tioéster de alta
energía).
FAD: intermediario en la
transferencia de electrones hacia el NAD+.
NAD+: aceptor final
de los electrones procedentes del piruvato.
6.05-Como el
succinato es una molécula simétrica, la mitad de las moléculas de fumarato
producidas presentarán el carbono radiactivo en posición 2 y la mitad en
posición tres, y esta repartición al 50% llegará hasta el oxalacetato.
- a)
Aceleración de las deshidrogenasas del ciclo y, por tanto, aumento en la
velocidad global del mismo.
- b) Como
el ATP es inhibidor de la citrato sintasa, un descenso en su concentración
acelerará el ciclo.
- c) También se provocará
una aceleración, al aumentar la velocidad de la isocitrato deshidrogenasa
(aunque dependerá de la concentración de NADH).
Temas 7-9: Metabolismo de los glúcidos
7-9.01- Se
trata de un transporte activo secundario, en el cual el propio transportador no
consume energía, pero obliga a que otro sistema celular que sí la consume se
ponga en funcionamiento. El caso más claro es el del transporte intestinal de
glucosa y muchos aminoácidos. La glucosa y los aminoácidos entran en el
enterocito (la célula absortiva intestinal) en contra de gradiente de
concentración mediante un cotransporte con iones sodio, que entran a favor de
gradiente de concentración y carga, aprovechándose de la fuerza motriz de este
gradiente. Sin embargo, para que este sistema pueda funcionar indefinidamente,
la célula debe expulsar de nuevo el sodio que está entrando y para eso requiere
la actividad de la Na+,K+-ATPasa,
que extrae sodio e introduce potasio en la célula pero con gasto de ATP (ya que
los dos iones viajan en contra de gradiente). La gran ventaja de este sistema
es que el flujo de glucosa y aminoácidos, al gastar energía (aunque no sea de
forma directa), se hace prácticamente irreversible y termodinámicamente muy
favorable, con lo que se asegura la entrada de estas moléculas incluso cuando
su concentración en la luz intestinal sea muy baja y se minimiza su posible
salida del intestino.
7-9.02-
Ambas catalizan la fosforilación de glucosa a glucosa-6-fosfato, mediante el
consumo de una molécula de ATP. Lo que diferencia ambas isoformas son sus
constantes cinéticas: la hexoquinasa tiene una KM más baja mientras
que la glucoquinasa (o hexoquinasa IV) tiene una vmax muy alta. De
esta manera, el cerebro y demás tejidos extrahepáticos pueden obtener glucosa
incluso cuando la concentración circulante sea muy baja; sin embargo, cuando la
concentración en la sangre sea muy alta, la entrada de glucosa en estos tejidos
estará ya saturada y la glucosa entrará a la velocidad habitual. El hígado, por
contra, no puede captar glucosa en cantidades significativas cuando la
concentración circulante sea muy baja, pero dada su elevada KM, sí
puede captar grandes cantidades cuando la concentración en sangre sea muy
elevada, con lo que podrá almacenarla en forma de glucógeno o reconvertirla en
triacilgliceroles.
7-9.03- La
diferencia fundamental entre la glucolisis aerobia y la anaerobia radica en su
eficiencia energética: a partir de una molécula de glucosa se obtienen 2 equivalentes
de ATP en condiciones anaerobias y más de 30 en condiciones aerobias. Sin
embargo, para que funcione esta segunda, es imprescindible asegurar un buen
suministro de oxígeno. Durante el ejercicio aerobio (normalmente, ligero aunque
se pueda mantener durante mucho tiempo), el aporte de oxígeno al músculo no
representa ningún problema, por lo que predomina la glucólisis aerobia, pero
durante un ejercicio muy intenso, este aporte puede no ser suficiente, por lo
que el metabolismo se hace anaerobio (y, dada su baja eficiencia, debe ser
forzosamente muy breve, de unos cuantos segundos nada más, en función del
contenido de glucógeno del músculo).
7-9.04-
Básicamente, son dos, relacionadas con los productos que se pueden obtener en
esta vía: NADPH, con finalidades biosintéticas (fundamentalmente, lipogénesis),
y pentosas-P, necesarias para la síntesis de nucleótidos y diversos mono- y oligosacáridos (como los que se utilizan en la
glucosilación de proteínas).
7-9.05-
- a) las catalizadas por los enzimas fosfoglucoisomerasa
(deltaGº'=1.67kJ/mol), fructosa bisfosfato aldolasa (deltaGº'=23.9kJ/mol),
triosa fosfato isomerasa (deltaGº'=7.56kJ/mol), gliceraldehido-3-P
deshidrogenasa (deltaGº'=6.30kJ/mol), fosfoglicerato mutasa
(deltaGº'=4.4kJ/mol) y enolasa (deltaGº'=1.8kJ/mol).
b) las catalizadas por las enzimas hexoquinasa (deltaGº' =
-16.7kJ/mol), fosfofructoquinasa (deltaGº' = -14.2kJ/mol), fosfoglicerato
quinasa (deltaGº' = -18.9kJ/mol) y piruvato quinasa (deltaGº' = -31.7kJ/mol).
c) las catalizadas por las enzimas hexoquinasa y fosfofructoquinasa .
d) las catalizadas por las enzimas fosfoglicerato quinasa y
piruvato quinasa.
e) alejadas del equilibrio están las reacciones catalizadas
por los enzimas hexoquinasa (deltaG aprox. -33.9kJ/mol), fosfofructoquinasa
(deltaG aprox.-18.8kJ/mol) y piruvato quinasa (deltaG aprox -23.0kJ/mol).
7-9.06- En condiciones celulares, la
concentración de piruvato nunca llega a ser lo suficientemente elevada como
para revertir esta reacción, que es prácticamente irreversible. La solución
consiste en una pequeña vía que, mediante el gasto de dos equivalentes de ATP,
nos permite obtener el fosfoenolpiruvato a partir del oxalacetato, procedente
de la carboxilación del piruvato. Aquí hay un esquema de la vía, las reacciones
completas las tenéis en los libros de texto o en los apuntes de clase.
7-9.07- Es un ciclo que se establece entre
ciertos tejidos extrahepáticos (fundamentalmente, el músculo esquelético
durante el ejercicio y los tejidos anaerobios estrictos) y el hígado. Los
primeros realizan la glucolisis anaerobia y la fermentación homoláctica, lo que
les permite obtener ATP en condiciones anaerobias y regenerar el NAD+
para proseguir realizando la glucolisis anaerobia, exportando lactato a la
sangre. Este lactato llega al hígado, donde pude ser utilizado como sustrato
gluconeogénico y la glucosa así fabricada puede salir a la sangre y volver a
los tejidos que la necesitan.
7-9.08- a) inhibición de la gluconeogénesis.
b)
lo mismo que en a).
c)
activación de la gluconeogénesis.
d)
esto es una señal glucolítica, así que se estimularía esta vía (por activación
de la piruvato quinasa).
e)
inhibición de la gluconeogénesis.
f)
lo mismo que en e).
g)
apenas tendría efecto, ya que la fructosa-6-P no es un potente regulador ni de
la glucolisis ni de la gluconeogénesis.
7-9.09- Existen varias razones. Una es
que las células (excepto las del epitelio intestinal y el renal (ver la
pregunta 9.1.), no pueden concentrar glucosa en su interior ya que sólo poseen
transportadores de glucosa de difusión facilitada (equilibrativos), que no les
permiten concentrar glucosa en contra de gradiente. También hay que tener en
cuenta la integridad osmótica de la célula y la presión osmótica depende del
número de moléculas que la ejercen, no de su tamaño; un millón de moléculas de
glucosa ejercen mucha más presión osmótica que una molécula de glucógeno
formada por un millón de restos glucosilo. Otra razón es que la glucosa está
sometida a muchas presiones metabólicas, ya que tiene multitud de destinos
posibles, por lo que si se almacenase glucosa, la célula la iría gastando y, cuando
se necesitase auténticamente, su concentración podría ser demasiado baja.
Además, aunque su síntesis sea más cara, un resto glucosídico del glucógeno
produce tres moléculas de ATP en la glucolisis, en vez de las dos que se
obtienen de una glucosa, ya que la degradación del glucógeno libera
glucosa-1-P, con lo que nos ahorramos una etapa de fosforilación. En sentido
estricto, no es cierto que nos la ahorremos, porque la hemos pagado antes (de
hecho, incorporar un glucosilo al glucógeno cuesta no uno, sino el equivalente
a dos ATP); la ventaja estriba en que, cuando se necesita la energía almacenada
en el glucógeno (por ejemplo, durante el ejercicio muscular), éste es más
rentable que la glucosa libre.
7-9.10- La incorporación de la glucosa-1-P
al glucógeno no se hace directamente, sino mediante un intermediario cuya
síntesis requiere el aporte energético de un equivalente de ATP (aunque no se
haga en forma de ATP, sino de UTP), la UDP-glucosa. Sin embargo, la degradación
del glucógeno a glucosa-1-P sí se hace de forma directa, sin recuperar el UTP
invertido en la síntesis. De esta manera, ambas vías, síntesis y degradación,
son termodinámicamente favorables
7-9.11- Exclusivamente las células
parenquimales del hígado (los hepatocitos), que son las únicas que, en
condiciones normales, expresan el enzima glucosa-6-fosfatasa, imprescindible
para desfosforilar la glucosa-6-P y liberar glucosa a la sangre.
7-9.12- En el primer caso, 2 y, en el
segundo, 3.
7-9.13- El sustrato de la reacción, la
UDP-glucosa, tiene una energía libre de hidrólisis muy elevada, debido a la
energía invertida para fabricarlo (el equivalente a dos ATP). Incluso
descontando la energía libre necesaria para fabricar el enlace glucosídico
(deltaGº'=84 kJ/mol), sigue desprendiéndose suficiente energía libre para que
la reacción sea espontánea.
7-9.14-
a) activación de la
síntesis de glucógeno.
b) lo mismo que en a)
c) activación de la gluconeogénesis.
d) activación de la glucogenolisis
Temas 10-12: Metabolismo de los lípidos
10-12.01- Por un lado al ser hidrófobos se almacenan sin acumular
agua (al contrario de lo que sucede con el glucógeno), con lo que una
determinada cantidad de triacilgliceroles ocupa menos volumen y retiene menos
peso de agua que un peso equivalente de glucógeno. Pero la razón principal
estriba en su mayor eficiencia energética: los ácidos grasos son moléculas con
un estado más reducido que la glucosa y demás azúcares, más oxidados, por lo
que contienen más electrones potencialmente extraibles. Aproximadamente, 1g de
triacilgliceroles aporta unos 38 kJ, mientras que 1g de glucosa supone unos 17
kJ. Sin embargo, las reservas de glucógeno son imprescindibles, ya que los
ácidos grasos, en los animales, no pueden servir para fabricar glucosa de forma
neta y sólo pueden aportar energía en condiciones aerobias, mientras que la
glucosa puede dar ATP también en condiciones anaerobias.
10-12.02- La glucosa sí puede ser convertida en grasa de manera
neta; basta con convertirla en piruvato y éste, en acetilCoA, que puede ser incorporado
a los ácidos grasos mediante la lipogénesis. Sin embargo, la vía contraria no
puede suceder en animales, ya que el catabolismo de los ácidos grasos produce
directamente acetilCoA, que no puede ser utilizado de forma neta para dar
glucosa, debido a dos razones: si el acetilCoA entra en el ciclo de los ácidos
tricarboxílicos, antes de llegar a oxalacetato (el precursor gluconeogénico)
debe sufrir dos descarboxilaciones, por lo que se pierden los dos átomos de
carbono que aportaba el grupo acetilo; y, además, la reacción catalizada por la
piruvato deshidrogenasa (que permitiría obtener piruvato a partir de acetilCoA)
es irreversible en condiciones celulares.
10-12.03- Mediante la actividad lipoproteína lipasa (LPL). Esta
enzima es fabricada por los tejidos extrahepáticos y anclada en las paredes de
los capilares de estos tejidos, donde puede interactuar con sus sustratos.
Estos sustratos son aquellas lipoproteínas circulantes que contengan la
apoproteína C-II (cofactor imprescindible de la LPL), como los quilomicrones y
las VLDL. La LPL es una triacilglicerol -esterasa, es decir, provoca la
hidrólisis de los ácidos grasos situados en posición a y a' del
triacilglicerol. Los ácidos grasos liberados son absorbidos por el tejido
subyacente.
10-12.04- Son lipoproteínas fabricadas por el hígado, para
exportar los triacilgliceroles, los fosfolípidos y el colesterol fabricados o
almacenados en el hígado hacia los tejidos extrahepáticos. A medida que la LPL
(ver pregunta 10.3.) va reduciendo el contenido de triacilgliceroles, las
partículas relativamente enriquecidas en fosfolípidos y colesterol (las LDL)
son capturadas por las células mediante receptores específicos,
aprovisionándose así las células de estas moléculas.
10-12.05- Es la vía de eliminación del colesterol, desde los
tejidos extrahepáticos hacia el hígado. El hígado fabrica un segundo tipo de
lipoproteínas (además de las VLDL), las HDL, que abandonan el hígado
prácticamente desprovistas de colesterol (los llamados discoides). A medida que
circulan por la sangre y el fluido intersticial, se van cargando con el
colesterol presente en las membranas plasmáticas de las células y la actividad
LCAT (Lecitina:Colesterol AcilTransferasa) del plasma
lo va esterificando. Una parte de estas HDL maduras regresan al hígado, donde
se procede a la eliminación del colesterol, pero la apoproteína D de las HDL
(también llamada Proteína Transferidora de Ésteres de Colesterol) puede ceder
parte de estos ésteres de colesterol a las demás lipoproteínas circulantes (quilomicrones,
VLDL y LDL), con lo que una parte del colesterol extraído de los tejidos vuelve
a ellos por medio de esta especie de cortocircuito (aunque parte de las LDL
también pueden ser captadas por el hígado, colaborando de esta forma a la
eliminación del colesterol.
10-12.06- Su conversión en ácidos biliares, que tiene lugar
exclusivamente en el hígado, y la eliminación de estos por la bilis hacia la
luz del intestino, donde se perderán por las heces (aunque una parte será
reabsorbida por el intestino y devuelta al hígado, para volver a ser excretados
en la bilis).
10-12.07- A partir de los quilomicrones, que contienen los
triacilgliceroles de la dieta. La actividad LPL libera los ácidos grasos de
estos triacilgliceroles, que son captados por los tejidos.
De igual manera que en el caso anterior, los ácidos
grasos también pueden proceder de las VLDL, pero, en este caso, los
triacilgliceroles son de síntesis endógena.
Por último, los ácidos grasos pueden proceder de las
reservas del tejido adiposo pero, en este caso, no viajan en forma de
triacilgliceroles, sino libres (aunque asociados a moléculas de albúmina) y
pasan a los tejidos a favor de gradiente de concentración.
10-12.08- Dado que los ácidos grasos sólo sirven como fuente de
energía en condiciones aerobias, las células anaerobias como los eritrocitos,
las células de la médula renal o las células musculares durante el ejercicio
anaerobio no pueden utilizarlos. Tampoco los utilizan las neuronas, ya que la
barrera hematoencefálica les impide la libre circulación hasta las neuronas (a
pesar de que éstas sí son aerobias y podrían utilizarlos). La barrera
hematoencefálica es un sistema de protección de las neuronas, que no tienen
acceso directo a los nutrientes de la sangre. Los capilares sanguíneos del
cerebro están formados por unas células endoteliales particulares, muy
densamente apretadas entre sí, que no dejan pasar moléculas por paracitosis (es
decir, entre células) Además, las neuronas se alimentan de aquellas moléculas
que les son cedidas por las células gliales encargadas de su mantenimiento
(mayoritariamente, los astrocitos) y entre las que no se cuentan los ácidos
grasos.
10-12.09-
a) La activación del ácido graso a
acilCoA, mediante la acilCoA ligasa, que consume dos equivalentes de ATP.
b) En la cara citosólica del retículo
endoplásmico, donde se ubica este enzima.
c) Mayoritariamente, en la mitocondria
(-oxidación mitocondrial), aunque existe una -oxidación peroxisomal y una
-oxidación en el retículo endoplásmico.
d) Dado que los acilCoA citosólicos no
pueden atravesar la membrana mitocondrial interna, se necesita un sistema de
lanzadera, que utiliza una molécula, la carnitina, que sí puede entrar en la
mitocondria
10-12.10- 106 moléculas de ATP (asumiendo unas relaciones P/O de
2.5 y 1.5 para el NADH y del FADH2, respectivamente).
10-12.11- El tejido adiposo produce glicerol como consecuencia de
una activación de la lipolisis y ésta se produce en situaciones de necesidad energética,
por lo que normalmente también se habrá producido una activación de la
gluconeogénesis en el hígado. Como el tejido adiposo no puede reutilizar el
glicerol producido, éste puede ser liberado a la circulación, por donde viaja
hasta llegar al hígado y allí puede ser utilizado como sustrato gluconeogénico.
La contrapartida es que el tejido adiposo necesita glucosa para fabricar
glicerol-3-P (a partir de la dihidroxiacetona-P formada en la glucolisis) y
poder esterificar así los ácidos grasos que fabrica o que recibe.
10-12.12- PM(tripalmitina) =
811.1 g/mol; PM(palmitato) = 256.6 g/mol
1 tripalmitina + 3H2O -----> 3 palmitato +
1 glicerol
1 palmitato + 23 O2 + 106 ADP + 106 Pi 16 CO2
+ 128 H2O + 106 ATP
10-12.13- Primero, hay que activar el ácido graso a acilCoA (con
gasto de 2 ATP). 7 vueltas de -oxidación producirán 7 acetilCoA y un
propionilCoA, pero hay que tener en cuenta que, en una de las vueltas, entrará
una insaturación en posición impar, por lo que en esa vuelta no se obtendrá el
FADH2 de la primera reacción.
Los acetilCoA entrarán directamente al ciclo de los ácidos tricarboxílicos,
la cadena de transporte de electrones y la fosforilación oxidativa. El
propionilCoA debe ser convertido en succinilCoA, que entra en el ciclo pero por
una vía anaplerótica, por lo que debe salir como oxalacetato, que es convertido
en fosfoenolpiruvato y éste, en piruvato, que sí puede entrar por la entrada
oxidativa en forma de acetilCoA. Todos estos pasos aparecen resumidos en las
reacciones que se presentan a continuación. Para la conversión del NADH y el
FADH2 en ATP, tendremos en cuenta unas relaciones P/O de 2.5 y 1.5,
respectivamente. El balance global es de 106 ATP.
cis-11-heptadecenoico + 2ATP ---->
cis-11-heptadecenilCoA
cis-11-heptadecenilCoA ----> 7
acetilCoA + 1propionilCoA + 7NADH + 7 FADH2
1 insaturación impar ----> -1 FADH2
7 acetilCoA ----> 21 NADH + 7 GTP + 7 FADH2
1 propionilCoA + 1ATP ----> succinilCoA ---->
oxalacetato
1 oxalacetato + 1 GTP ----> PEP
1 PEP ----> 1 piruvato + 1 ATP
1 piruvato ----> 4 NADH + 1 FADH2 + 1 GTP
25 NADH ----> 80 ATP
14 FADH2 ----> 21 ATP
asi: cis-11-heptadecenoico ----> 106 ATP
10-12.14
- 3,7,11,15-tetrametil-C16:0
- a-oxidación
- 2,6,10,14-tetrametil-C15:0
- b-oxidación ----> propionilCoA
- 4,8,12-trimetil-C13:0
- b-oxidación ----> acetilCoA
- 2,6,10-trimetil-C11:0
- b-oxidación ---->propionilCoA
- 4,8-dimetil-C9:0
- b-oxidación ----> acetilCoA
- 2,6-dimetil-C7:0
- b- oxidación ----> propionilCoA
- 4-metil-C5:0
- b-oxidación ----> propionilCoA
- acetilCoA
10-12.15- La clave está en la palabra "neta": los
carbonos del acetilCoA no se incorporan de forma neta a la glucosa, pero
sí pueden acabar en forma de glucosa (aunque eso no suponga una ganancia neta
de carbonos). La explicación la tenemos en el ciclo de los ácidos
tricarboxílicos: para convertir el acetilCoA en oxalacetato (el auténtico
precursor gluconeogénico), es imprescindible atravesar por dos
descarboxilaciones, por lo que no hay una incorporación neta de carbonos
del acetato a la glucosa (entran dos y salen dos, ganancia neta = 0).
Sin embargo, los dos carbonos perdidos en las descarboxilaciones del isocitrato
y del -cetoglutarato no se corresponden exactamente con los dos procedentes del
acetilCoA, sino que son dos de los carbonos que ya estaban presentes en el
oxalacetato de partida que se une al grupo acetilo. Por esa razón, si el
acetilCoA contenía átomos de 14C, éstos pueden acabar en las
moléculas de glucosa que se formen a partir del oxalacetato fabricado con este 14C-acetilCoA,
aunque no represente una incorporación neta de carbonos del acetato a la
glucosa.
10-12.16- Hay que tener en cuenta dos factores: por un lado, 1 g
de grasa almacena más energía que 1 g de glucógeno (que está más oxidado), por
lo que la misma energía requeriría mayor peso de glucógeno que de grasa. 1 g de
grasa proporciona unos 38 kJ, mientras que 1 g de glucógeno aporta unos 17 kJ.
Pero, además, la grasa se almacena sin acumular agua, pero el glucógeno, que es
hidrosoluble, requiere una importante cantidad de agua para permanecer en
disolución en la célula. Aproximadamente, se requieren unos 2 g de agua por
gramo de glucógeno. Con todo esto, podemos concluir que:
2500 g de grasa · 38 kJ/g = 95000 kJ
95000 kJ / 17 kJ/g = 5588 g de glucógeno
Es decir, para equiparar la energía de 2.5 kg de grasa se necesitan 5.588
kg de glucógeno, a lo que hay que añadir el agua retenida por este glucógeno:
5.588 · 2 = 11.176 kg de agua
Peso total: 5.588 + 11.176 = 16.8 kg
Es decir una persona con 2.5 kg de sobrepeso en forma de grasa tendría un
sobrepeso de 16.8 kg en forma de glucógeno.
10-12.17-
a) ácido mirístico
CH3(CH2)12COO
+ 20 O2 + 92 ADP + 92 Pi ----> 14 CO2 + 111 H2O
+ 92 ATP
b) ácido esteárico
CH3(CH2)16COO
+ 26 O2 + 120 ADP + 120 Pi ----> 18 CO2 + 145 H2O
+ 120 ATP
c) ácido alfa-linolénico
C17H29COO + 24.5 O2 +
114.5 ADP + 114.5 Pi ----> 18 CO2 +138.5 H2O+114.5 ATP
d) ácido araquidónico
C19H31COO + 27 O2 + 126 ADP + 126
Pi ----> 20 CO2 + 150 H2O + 126 ATP
10-12.18- Un descenso en la velocidad de beta-oxidación, más
acusado cuanto mayor sea la deficiencia, ya que podría llegar a verse afectado
el transporte de los acilCoA al interior de la mitocondria. No obstante, en
condiciones normales, la carnitina no es limitante, por lo que una ligera
deficiencia (o un aumento, como practican ciertos deportistas) no debería tener
prácticamente ningún efecto sobre la -oxidación de los ácidos grasos.
10-12.19- La condensación de una nueva unidad de dos carbonos al
ácido graso que está siendo fabricado requiere un aporte de energía, en forma
de ATP. Sin embargo, dado que la reacción de síntesis es muy compleja, la
evolución ha seleccionado un mecanismo que podríamos llamar "de pago
anticipado". Primero, se carboxila el grupo acetilo a malonilo, con gasto
de ATP, y más tarde, al incorporar este malonilo, se provoca su
descarboxilación, liberando la suficiente energía libre para proceder a la
condensación de las dos moléculas.
10-12.20- Los electrones almacenados por el par NAD+/NADH
suelen ser cedidos a la cadena de transporte de electrones y su energía es
utilizada para la síntesis de ATP; por esta razón, su metabolismo es, principal
aunque no exclusivamente, mitocondrial. Sin embargo, los electrones del NADPH
suelen ser cedidos directamente a algún sustrato de una vía biosintética, que
suelen contener alguna etapa de reducción electrónica (como en la lipogénesis),
por lo que el metabolismo del NADP+/NADPH es mayoritariamente
citosólico. De esta manera, al tener funciones diferentes y estar relativamente
compartimentados, resulta más fácil regular la concentración de cada uno de
ellos independientemente del otro.
10-12.21- Fundamentalmente, en el hígado y en los tejidos adiposos
blanco y marrón. En el caso de los mamíferos, también hay una gran síntesis de
ácidos grasos en la glándula mamaria durante la lactancia. De menor importancia
cuantitativa (aunque no cualitativa), las neuronas también deben fabricarse
todos los ácidos grasos que necesitan, ya que no los pueden obtener de la
circulación (ver la pregunta 10.8.).
10-12.22- Básicamente, existen dos fuentes de NADPH: la vía de las
pentosas fosfato y la conversión del malato en piruvato, reacción catalizada
por el enzima málico.
10-12.23- El piruvato pierde su C1 al descarboxilarse
para convertirse en acetilCoA. Este C1 del piruvato procede de los C3
y C4 de la glucosa, de modo que estos carbonos nunca aparecerán en
los ácidos grasos, pero los otros cuatro, sí.
10-12.24- La aparente paradoja estriba en el hecho de que la
insaturación del estearilCoA es una oxidación y, sin embargo, consume una
molécula de NADH, como si se tratase de una reducción. La explicación se halla
en la participación del oxígeno: la introducción de un doble enlace en una
molécula de un ácido graso es extraordinariamente poco favorable, por lo que
los coenzimas rédox habituales (NAD+, FAD) no son lo suficientemente fuertes
para llevar a cabo esta reacción y se necesita un agente oxidante mucho más
potente, como el O2. Sin embargo, la reducción del O2
requiere cuatro electrones, dos procedentes del sustrato (en este caso, el
estearilCoA), y dos procedentes de la molécula de NADH.
10-12.25- Primero, hay que tener en cuenta que el acetilCoA se
fabrica en la mitocondria y que la síntesis de ácidos grasos tiene lugar en el
citosol, por lo que hay que extraer el acetilCoA de la mitocondria. Para ello,
utilizamos el citrato como intermediario, pero, una vez el citrato está en el
citosol, la recuperación del acetilCoA nos cuesta un ATP (en la reacción
catalizada por la ATP:citrato liasa).
Así pues, si necesitamos 8 moléculas de acetilCoA, debemos empezar sumando
8 ATP por su transporte hasta el citosol. A continuación, 7 de estas 8
moléculas de acetilCoA deben ser carboxiladas a malonilCoA, con gasto de 1 ATP
en cada reacción (total, 7 ATP). Por último, cada una de las 7 vueltas de la
síntesis del palmítico consume 2 NADPH, es decir, el equivalente a 7 ATP (es
decir, 49 ATP en total). La suma total es de 8 + 7 + 49 = 64 equivalentes ATP.
Temas
13-15: Metabolismo proteico y nitrogenado
13-15.01- Sólo se fabrican en forma de zimógenos las proteasas digestivas.
La amilasa pancreática, al igual que las diferentes lipasas, no necesita ser
fabricada como zimógeno porque no resulta peligrosa para la célula pancreática
que la sintetiza; sin embargo, las proteasas, en caso de ser fabricadas en
forma activa, podrían digerir las proteínas de la célula, comprometiendo la
supervivencia de ésta.
Los zimógenos son activados mediante la eliminación de algunos aminoácidos
de su estructura primaria. El tripsinógeno es activado por un enzima
intestinal, la enteropeptidasa, y la tripsina producida así se encarga de
activar los demás zimógenos pancreáticos. En el estómago, el pepsinógeno es
activado a pepsina por el propio pH ácido del lumen gástrico.
13-15.02- Sí, todas aquellas proteínas que pueden ser más o menos
prescindibles hasta cierto punto y en determinadas circunstancias. El caso más
claro es el de las proteínas contráctiles del músculo esquelético que, durante
el ayuno, pueden ser degradadas (aproximadamente, hasta quedar reducidas al
50%) y liberan sus aminoácidos para mantener la gluconeogénesis en el hígado.
13-15.03- La alanina, como la mayoría de los aminoácidos, es
desaminada de forma indirecta, en dos etapas. Primero, el nitrógeno es cedido
al glutamato en una reacción de transaminación; posteriormente, el glutamato es
desaminado mediante el enzima glutamato deshidrogenasa, que libera el nitrógeno
en forma de amoníaco.
13-15.04- Los aminoácidos gluconeogénicos son aquellos que, en su
vía catabólica, acaban dando algún sustrato gluconeogénico, como el piruvato,
el -cetoglutarato, el fumarato o el oxalacetato; estas moléculas pueden, por
tanto, ser utilizadas tanto para la síntesis de glucosa como para la síntesis
de ácidos grasos y cuerpos cetónicos. Sin embargo, algunos aminoácidos acaban
dando exclusivamente acetilCoA, que no es sustrato gluconeogénico, sino que
sólo puede ser utilizado para la síntesis de ácidos grasos o cuerpos cetónicos;
de ahí que estos aminoácidos, la leucina y la lisina, reciban el nombre de
aminoácidos cetogénicos, para indicar su incapacidad de actuar como sustratos
gluconeogénicos.
13-15.05- Porque, en ambos casos, una parte muy importante de los
aminoácidos se dedica no a la síntesis de proteínas, sino a servir de sustratos
energéticos o como precursores biosintéticos (por ejemplo, de glucosa o ácidos
grasos), pero, para eso, es necesario eliminar el nitrógeno amínico que
contienen, por lo que se debe aumentar la actividad del ciclo de la urea.
13-15.06- El nitrógeno amínico es concentrado, mediante las
transaminasas adecuadas, en forma de alanina, que es enviada al hígado, donde
se transamina de nuevo para generar glutamato, que suministra las dos fuentes
de nitrógeno del ciclo de la urea (amoníaco y aspartato). El amoníaco, por su
parte, es incorporado al glutamato mediante el enzima glutamina sintetasa; la
glutamina originada de esta manera también llega al hígado, donde el enzima
glutaminasa libera el amoníaco y regenera el glutamato.
13-15.07- 4 equivalentes de ATP, dos en la síntesis del carbamil-P
y dos en la incorporación del aspartato (rotura pirofosfatolítica de un ATP).
13-15.08- Porque la orina debe ser isotónica para no dañar al
riñón, de modo que cuanto mayor sea la producción de urea (como en estas
personas), mayor será la cantidad de agua eliminada por los riñones, para
mantener constante la presión osmótica.
Temas 16-18: Ácidos nucleicos y Síntesis de proteínas
16-18.01- El sobreenrollamiento del DNA. A medida que se separan
las hebras por un extremo (es decir, se rebaja su tensión de torsión), esa
misma tensión se acumula en el extremo contrario de la doble hélice, provocando
un sobreenrollamiento, que hay que relajar para que pueda proseguir la
replicación. De esta relajación se encargan las diferentes topoisomerasas que
participan en la replicación.
16-18.02- Los cuatro desoxirribonucleótidos trifosfato, que sufren
una rotura pirofosfatolítica al incorporarse a la cadena.
16-18.03- Por una parte, la actividad polimerasa 5'3' es capaz de
incorporar con elevada fidelidad el nucleótido trifosfato que se corresponde
con la base presente en la hebra molde. Pero, además, el enzima también posee
una actividad exonucleasa 3'5', que le permite eliminar el último nucleótido
incorporado si no es capaz de establecer los puentes de hidrógeno correctos con
la hebra molde.
16-18.04- La actividad 5'-exonucleasa elimina segmentos mal
apareados de DNA por delante de la actividad polimerasa 5'3', que de esta
manera puede ir rellenando estos huecos; también es utilizada para eliminar los
cebadores de RNA de los fragmentos de Okazaki durante la replicación del DNA.
La actividad 3'-exonucleasa actúa como actividad correctora de la polimerasa
(ver pregunta 13.3). Una cepa de E.coli sin actividad 3'-exonucleasa
presentaría una tasa de mutaciones más elevada de lo normal, ya que la pol I no
tendría capacidad correctora; sin embargo, sería más grave perder la actividad
3'-exonucleasa de la DNA pol III, que es la encargada de replicar el DNA (y,
por tanto, la tasa de mutaciones sería mucho mayor).
16-18.05- Hay que tener en cuenta que, en cada burbuja de
replicación hay dos horquillas y, por tanto, dos moléculas de DNA pol III
actuando en sentidos opuestos hasta que se encuentren en el otro extremo del
cromosoma (E.coli sólo tiene un cromosoma, circular). Es decir, cada
molécula de DNA pol III tiene que replicar medio genoma (2.36·106
pb), para lo que necesita 3147 s (52.5 minutos ó 0.87 horas).
Si E.coli se divide cada 20 minutos, debe replicar su genoma, como
mínimo, cada 20 minutos:
4.72·106 pb/20 min = 2.36·105 pb/min = 3933 pb/s
Teniendo en cuenta que la DNA pol III avanza a 750 bp/s en cada horquilla:
3933/750 = 5.24 horquillas de replicación simultáneas
Dado que sólo puede haber números enteros pares de horquillas de replicación,
tiene que haber, como mínimo, 6 horquillas, es decir, 3 burbujas de
replicación). Por lo tanto, se requieren simultáneamente 6 moléculas de DNA pol
III por célula, por lo que las 10 moléculas presentes en cada célula de E.coli
parecen suficientes para mantener esta tasa de crecimiento sin resultar
limitantes.
16-18.06- Los fragmentos de Okazaki tienen unos 1000-2000
nucleótidos. Como la replicación del DNA de E.coli debe generar suficientes
fragmentos de Okazaki para replicar completamente una hebra de 4.72·106
pb, se deben fabricar unos 2300-4700 fragmentos. (En humanos, con un genoma de
unos 6·109 pb, se requieren de 3 a 6 millones de fragmentos de
Okazaki independientes).
16-18.07- Los sistemas de eliminación de bases desapareadas están
diseñados para corregir los desapareamientos de bases que pueda haber después
de replicar el DNA y, para ello, reconocen el patrón de metilación de la hebra
paterna (que tiene más probabilidades de ser la correcta) y eliminan las bases
desapareadas de la otra hebra. Pero, en los casos de recombinación homóloga,
ambas hebras tienen el patrón de metilación correcto, por lo que los sistemas
de reparación no pueden actuar.
16-18.08- En los nucleótidos utilizados como sustratos
(ribonucleótidos en vez de desoxirribonucleótidos, UTP en vez de dTTP), en que
la RNA pol puede iniciar la síntesis de una cadena sin necesidad de un cebador
y en que la síntesis de RNA no tiene nunca un mecanismo de corrección de
lectura.
16-18.09- La RNA pol se une de manera relativamente inespecífica y
débil al DNA. Cuando se le une el factor, el complejo queda firmemente unido al
DNA y las cajas de Pribnow y 35 sitúan al complejo en la posición precisa para
iniciar la transcripción en el nucleótido correcto. Una vez la RNA pol ha
fabricado los primeros enlaces fosfato de la nueva cadena de RNA, el factor se
libera y la polimerasa prosigue por sí sola la transcripción del gen.
16-18.10- Uno es la formación de una región G-C de
complementariedad interna, que, al formar una estructura en horquilla, provoca
el desprendimiento del RNA del DNA molde; una secuencia rica en U a
continuación de la región G-C ayuda a debilitar la unión al DNA (porque las
uniones U-A son más débiles, sólo tienen dos puentes de hidrógeno). El segundo
mecanismo consiste en la participación de una proteína, el factor, que tiene
actividad helicasa y separa el RNA del DNA molde.
16-18.11- No está muy claro cuál es la justificación de la
existencia de los intrones. La presencia de intrones en los genes ofrece más
posibilidades de evolución a los mismos, por un mecanismo conocido como
redistribución de exones (o exon shuffling), que consiste en el intercambio de
exones por recombinación entre genes diferentes. Además, la necesidad de un
splicing ha permitido la evolución de los mecanismos de splicing alternativo,
por el cual un mismo tránscrito primario puede sufrir diferentes vías de
edición, por lo que un mismo gen puede dar lugar a proteínas con secuencias
parcialmente diferentes.
16-18.12- mRNA:
5'-U A G U G A C A G U U G C G A U-3'
DNA: 3'-A T C A C T G T C A A C G C T A-5' (molde)
La secuencia del DNA molde en el sentido 5'3' será:
5'-A T C G C A A C T G T C A C T A-3'
16-18.13- 5'-AGAUCCGUAUGGCGAUCUCGACGAAGACUCCUAGGGAAUCC...-3'
mRNA
3'-TCTAGGCATACCGCTAGAGCTGCTTCTGAGGATCCCTTAGG...-5' DNA
con
sentido (molde)
Teniendo en cuenta que el primer codón AUG del mRNA es el que aparece
subrayado, la secuencia de aminoácidos traducidos sería la siguiente:
NH3+ - Met - Ala - Ile - Ser - Thr - Lys - Thr - Pro
- Arg - Glu - Ser - ... -COO
16-18.14-
Que la RNA pol tenga dos centros separados quiere decir que el NTP que dará
inicio a la nueva cadena de RNA no se une al mismo sitio que los NTPs que
vendrán a continuación. El hecho de que este centro de iniciación tenga una KM
mayor que el de elongación permite asegurar que la transcripción de un gen no
comenzará mientras la concentración celular de NTPs no alcance un valor mínimo
que permita asegurar su completa realización.
16-18.15
a)- En eucariotas, existen tres RNA pol nucleares encargadas
de la transcripción de diferentes genes: la RNA pol I, que transcribe los RNA
ribosómicos; la RNA pol II, encargada de transcribir los mRNA; y la RNA pol
III, que transcribe los RNA de pequeño tamaño, como el rRNA 5S, los tRNA y los
RNA de las snRNP. Cada uno de estos tipos de genes son reconocidos por las
diferentes RNA pol porque presentan diferentes elementos de reconocimiento
(secuencias consenso) en sus regiones promotoras.
b)- La organización de las RNA pol
eucariotas es más compleja que la de las procariotas, ya que contienen más
subunidades. Además, el complejo de reconocimiento del promotor de un gen es
también más complejo, involucrando a unas proteínas conocidas como factores de
transcripción basales (Tfs) y, muy a menudo, otras llamadas factores de
transcripción inducibles (que son específicos de determinados genes y se unen a
unas secuencias a veces muy alejadas del promotor, conocidas como enhancer o
potenciadoras).
c)- La terminación de la transcripción en
eucariotas tiende a ser relativamente imprecisa. Suele tener lugar a
continuación de unas secuencias consenso AAUAAA, aunque a una distancia
relativamente variable de esta secuencia.
d)- Los RNA transcritos en eucariotas
sufren prácticamente siempre un proceso de maduración post-transcripcional que
puede suponer cambios en su secuencia lineal de nucleótidos.
16-18.16- En el primer caso, las proteínas de unión al DNA
reconocen una secuencia de bases mediante el patrón de grupos dadores y
aceptores de puentes de hidrógeno que presentan estas bases, para lo cual éstas
deben quedar alineadas sobre el surco mayor de la doble hélice, para permitir
el acceso de las proteínas.
En el segundo caso, las proteínas reconocen variaciones conformacionales en
la superficie casi cilíndrica de la doble hélice, variaciones inducidas por la
información estructural única conferida por la secuencia de bases de esa
región.
16-18.17- Por convención, las secuencias de RNA se deben expresar
siempre con el extremo 5' a la izquierda. Sin embargo, puesto que el
reconocimiento entre el mRNA y el tRNA es antiparalelo, si la molécula de mRNA
se representa según la convención (5' a la izquierda), la molécula de tRNA se
ha de representar al revés (3' a la izquierda).
16-18.18- Uno de los puntos de mayor control es la unión de los
aminoácidos a sus respectivos tRNAs, reacción catalizada por las diferentes
aminoacil:tRNA sintetasas, que deben ser muy
específicas tanto del aminoácido como del tRNA sustratos. Otro punto donde se
puede asegurar la fidelidad de la traducción es en cada una de las etapas de
elongación. Durante la elongación, el factor EF-Tu (o su homólogo en
eucariotas) es el encargado de llevar el aminoacil-tRNA hasta el ribosoma y,
tras la hidrólisis del GTP que tiene unido, abandonar el ribosoma y permitir la
síntesis del nuevo enlace peptídico; pero la hidrólisis del GTP no es inmediata
y esta pausa permite la expulsión de aquellos tRNA que no estén bien apareados
con el codón que debe ser traducido.
16-18.19- Las proteínas nacientes deben alcanzar el estado plegado
que les dé su estructura nativa y la información necesaria para ese plegamiento
está contenida en su estructura primaria. Sin embargo, las proteínas pueden
estar expuestas a muchas influencias ambientales que las lleven a obtener un
plegamiento improductivo; para evitarlo, los chaperones se unen a las proteínas
nacientes, aportándoles un microambiente adecuado para que puedan alcanzar el
plegamiento correcto.
16-18.20- De entrada, esta secuencia nos ofrece hasta seis pautas
de lectura diferentes. Por una parte este fragmento de cDNA puede ser
"leído" según tres pautas diferentes:
5'- CAA
TAC GAA GCA ATC CCG CGA CTA GAC CTT AAC -3'
5'- C
AAT ACG AAG CAA TCC CGC GAC TAG ACC TTA AC -3'
5'- CA
ATA CGA AGC AAT CCC GCG ACT AGA CCT TAA C -3'
Dado que la secuencia corresponde a la región central del cDNA (que es una
copia sintética del mRNA original), la pauta correcta debe codificar una
secuencia de aminoácidos y las pautas 2 y 3 presentan codones de paro
(subrayados), por lo que es poco probable que correspondan a la pauta de
lectura auténtica. La única secuencia que contiene lo que se llama una pauta
abierta de lectura (o, en inglés, open reading frame, orf) es la 1, cuya
secuencia de aminoácidos correspondiente sería:
Gln-Tyr-Glu-Ala-Ile-Pro-Arg-Leu-Asp-Leu-Asn
Sin embargo, el cDNA es una molécula de doble hebra (al contrario que el
mRNA original), por lo que esta secuencia podría corresponderse a la cadena
complementaria al mRNA. Hay que tener en cuenta la secuencia de la hebra cDNA
complementaria que, leída de 5' a 3', sería la siguiente:
...GTTAAGGTCTAGTCGCGGGATTGCTTCGTATTG...
Esta secuencia también puede tener tres pautas de lectura:
5'- GTT
AAG GTC TAG TCG CGG GAT TGC TTC GTA TTG -3'
5'- G
TTA AGG TCT AGT CGC GGG ATT GCT TCG TAT TG -3'
5'- GT TAA
GGT CTA GTC GCG GGA TTG CTT CGT ATT G -3'
Por las mismas razones que antes, las pautas 1 y 3 contienen codones de
paro, por lo que es poco probable que se correspondan con la orf
auténtica estando en la región central del cDNA. Pero la pauta dos sí presenta
una orf que, traducida a aminoácidos, daría la siguiente secuencia:
Leu-Arg-Ser-Ser-Arg-Gly-Ile-Ala-Ser-Tyr
Por lo tanto, no es posible alcanzar una conclusión precisa sobre la
secuencia de aminoácidos codificada por este cDNA, ya que existen dos posibles orf,
según en qué sentido interpretemos la cadena de cDNA (obsérvese que, si en
lugar de tener la secuencia de cDNA tuviéramos la del mRNA correspondiente, no
habría ambigüedad alguna, ya que, al ser monocatenario, sabríamos en qué
sentido debemos buscar la orf y podríamos distinguir entre las dos
posibles).
16-18.21- Un copolímero AG al azar daría una cantidad variable de
los codones:
AAA AAG AGA GAA AGG GAG GGA GGG,
que codifican para:
Con una
proporción A:G de 5:1, las abundancias relativas de
cada codón serán:
3A: 5·5·5 = 125
2A+G: 5·5·1 = 25
A+2G: 5·1·1 = 5
3G: 1·1·1 = 1
Es decir:
AAA AAG AGA GAA AGG GAG GGA GGG,
125 25 25 25
5 5 5 1 = 216
La frecuencia de cada aminoácido será:
Lys: 125+25/216 = 69.4%
Arg: 25+5/216 = 13.9%
Glu: 25+5/216 = 13.9%
Gly: 5+1/216 = 2.8%
16-18.22- La hipótesis del balanceo dice que una U en la primera
posición del anticodón puede reconocer una A o una G en la tercera del codón;
una G en la primera posición del anticodón puede reconocer una U o una C en la
tercera del codón; y una I en la primera posición del anticodón puede reconocer
una A, una C o una U en la tercera del codón. Así, los codones con una purina
en tercera posición son casi siempre degenerados (excepto el de la metionina y
el del triptófano) y los codones con una pirimidina son siempre degenerados.
Además, la utilización de inosina (I) en el anticodón contribuye a degenerar
más el código genético.
El balanceo acelera el proceso de la traducción ya que la interacción entre
la tercera base del codón y la primera del anticodón es más débil de lo normal,
por lo que el tRNA está unido de manera mucho más débil al mRNA y puede ser
liberado con más facilidad.
16-18.23- Los codones sin sentido (los de paro) son tres: UAA, UAG
y UGA. Los codones que pueden mutar a uno de estos tres mediante cambios en una
sola base son:
AAA y AAG (Lys), GAA y GAG (Glu), UUA y UUG (Leu), UCA y UCG (Ser), UAU y
UAC (Tyr), CGA y AGA (Arg), UGU y UGC (Cys), CAG (Gln), UGG (Trp), GGA (Gly) y
CAA (Pro).
16-18.24- Los candidatos idóneos serán aquellos que sólo difieran
en una base de los codones de paro y, entre éstos, aquellos que difieran en la
tercera base (que es la menos exigente a la hora de ser reconocida por un
anticodón:
UAU y UAC (Tyr) para los codones UAA y UAG y UGU (Cys), UGC (Cys) y UGG
(Trp), para el codón UGA.
La respuesta más obvia es que los ribosomas eucariotas son mayores y más
complejos (y, por tanto, más lentos) y la iniciación de la traducción requiere
más factores proteicos que en procariotas.
16-18.25- Los metionil-tRNAMet destinados al codón AUG
inicial o a un codón AUG intermedio son físicamente distintos en algunos
aspectos estructurales y el primero está cargado con una formil-metionina, no
con la metionina habitual. El ribosoma distingue entre ambos codones porque el
codón AUG de inicio se halla siempre situado a unos 10 nucleótidos de distancia
de la secuencia de Shine-Dalgarno y el tRNAMet de inicio es el único
aminoacil-tRNA que se une al sitio P del ribosoma. Los demás codones AUG quedan
siempre encarados al centro A, donde se une el tRNAMett de
elongación, no el de inicio. En eucariotas, también hay dos tRNAMet
diferentes, aunque ambos son portadores de una metionina sin modificar y los
mRNA no tienen secuencias homólogas a las de Shine-Dalgarno; en este caso,
parece que la subunidad menor del ribosoma se une al extremo 5' del mRNA y
avanza hasta encontrar el primer trinucleótido AUG, sobre el que incorpora el
tRNAMet de inicio. A partir de ahí, una vez establecida la pauta de
lectura, cualquier otro codón AUG se unirá al tRNAMet de elongación.
16-18.26- Es una secuencia rica en purinas situada cerca del
extremo 5' de todos los mRNA procariotas que se une a una región complementaria
rica en pirimidinas situada cerca del extremo 3' del rRNA 16S de la subunidad
menor del ribosoma. Este apareamiento de bases sitúa al codón de inicio justo
frente al centro P de la subunidad mayor, dejando frente al centro A al segundo
codón y estableciendo así la pauta de lectura del mRNA. Dado que la secuencia
de Shine-Dalgarno es una secuencia consenso (es decir, admite una cierta variabilidad
dentro de unos márgenes) pero la secuencia del rRNA 16S es constante, cada mRNA
tendrá una afinidad diferente para su unión con el ribosoma, por lo que variará
su eficiencia de traducción.
16-18.27- La síntesis de un polipéptido de N residuos supone una
inversión de:
2N ATP requeridos para cargar
los tRNA (lo cual requiere una rotura pirofosfatolítica)
1 GTP necesario para la
iniciación
N-1 GTP requeridos para formar
los N-1 enlaces peptídicos
N-1 GTP requeridos para los N-1
pasos de translocación
1 GTP requerido para la
terminación
Total = 4N equivalentes de ATP.
En el caso de la rodanasa (296 residuos), esto supone un total de 1184
equivalentes de ATP, a los que hay que sumar los 130 equivalentes empleados en
el plegamiento. La obtención de una molécula de rodanasa activa nos cuesta,
pues, 1314 equivalentes de ATP (sin tener en cuenta todo lo que nos haya
costado la transcripción del mRNA y su posterior edición, que puede suponer una
cifra superior a los 2200 equivalentes más).